PHÁT TRIỂN PHƯƠNG PHÁP LAMP KHÔ TRỰC TIẾPĐỂ CHẨN ĐOÁN BỆNH DỊCH TẢ LỢN CHÂU PHI TẠI THỰC ĐỊA

Ngày nhận bài: 06-11-2023

Ngày duyệt đăng: 07-03-2024

DOI:

Lượt xem

0

Download

0

Số: Tập 22 Số 3 (2024)

Chuyên mục:

CHĂN NUÔI – THÚ Y – THỦY SẢN

Cách trích dẫn:

Ngân, M., Viliddeth, S., Giang, T., Hiếu, Đồng, Giang, N., & Anh, Đặng. (2024). PHÁT TRIỂN PHƯƠNG PHÁP LAMP KHÔ TRỰC TIẾPĐỂ CHẨN ĐOÁN BỆNH DỊCH TẢ LỢN CHÂU PHI TẠI THỰC ĐỊA. Tạp Chí Khoa học Nông nghiệp Việt Nam, 22(3), 322–330. http://testtapchi.vnua.edu.vn/index.php/vjasvn/article/view/1270

PHÁT TRIỂN PHƯƠNG PHÁP LAMP KHÔ TRỰC TIẾPĐỂ CHẨN ĐOÁN BỆNH DỊCH TẢ LỢN CHÂU PHI TẠI THỰC ĐỊA

Mai Thị Ngân (*) 1 , Souriya Viliddeth 1 , Trần Thị Hương Giang 1 , Đồng Văn Hiếu 1 , Nguyễn Thị Hương Giang 2 , Đặng Hữu Anh 1

  • 1 Khoa Thú y, Học viện Nông nghiệp Việt Nam
  • 2 Khoa Chăn nuôi Thú y, Trường Đại học Nông Lâm Bắc Giang

    • Từ khóa

    ASF, LAMP khô một bước, LAMP khô hai bước, điều kiện bảo quản

    Tóm tắt


    Bệnh dịch tả lợn châu Phi (African swine fever - ASF) do virus ASF (ASFV) họ Asfarviridae gây ra, với tỷ lệ tử vong lên tới 100%. Các nghiên cứu về phương pháp LAMP (Loop-mediated isothermal amplification) trong chẩn đoán ASF hiện tại chỉ là kỹ thuật LAMP ướt không khả thi cho ứng dụng thực địa do yêu cầu điều kiện lạnh. Nghiên cứu này nhằm mục đích phát triển phương pháp LAMP khô trực tiếp hỗ trợ cho công tác chẩn đoán sớm ASF ngay tại thực địa.Phương pháp tiêuchuẩn real-time PCR đượcsử dụng để đánh giá độ nhạy, độ đặc hiệu của phương pháp LAMPkhô trực tiếp.Kết quả nghiên cứu cho thấy phương pháp đông khô LAMP hai bước có hiệu quả khuếch đại DNA cao hơn so với phương pháp LAMP một bước. Cả hai phương pháp LAMP khô đều cho hiệu quả khuếch đại DNA tốt ở các điều kiện bảo quản sau 2 tháng. Độ nhạy và độ đặc hiệu của phương pháp LAMP khô hai bước sau 2,5 tháng bảo quản ở 4C là 88,1% và 100%. Như vậy, phương pháp LAMP khô hứa hẹn là công cụ hữu hiệu cho chẩn đoán bệnh ASF tại thực địa, giúp hỗ trợ sàng lọc các cá thể bị nhiễm bệnh, nâng cao hiệu quả của công tác phòng chống bệnh.

    Tài liệu tham khảo

    Dixon L.K., Chapman D.A., Netherton C.L. & Upton C. (2013). African swine fever virus replication and genomics. Virus Res. 173(1): 3-14.

    Hayashida K., Kajino K., Hachaambwa L., Namangala B. & Sugimoto C. (2015). Direct blood dry LAMP: a rapid, stable, and easy diagnostic tool for Human African Trypanosomiasis. PLoS Negl Trop Dis. 9(3): e0003578.

    James H.E., Ebert K., Mcgonigle R., Reid S.M., Boonham N., Tomlinson J.A., Hutchings G.H., Denyer M., Oura C.A., Dukes J.P. & King D.P. (2010). Detection of African swine fever virus by loop-mediated isothermal amplification. J Virol Methods. 164(1-2): 68-74.

    Mee P.T., Wong S., O'riley K.J., Da Conceição F., Bendita Da Costa Jong J., Phillips D.E., Rodoni B.C., Rawlin G.T. & Lynch S.E. (2020). Field Verification of an African Swine Fever Virus Loop-Mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay During an Outbreak in Timor-Leste. Viruses. 12(12).

    Nagamine K., Hase T. & Notomi T. (2002). Accelerated reaction by loop-mediated isothermal amplification using loop primers. Mol Cell Probes. 16(3): 223-229.

    Ngan M.T., Thi My Le H., Xuan Dang V., Thi Bich Ngoc T., Phan L. V., Thi Hoa N., Quang Lam T., Thi Lan N., Notsu K., Sekiguchi S., Yamazaki Y. & Yamazaki W. (2023). Development of a highly sensitive point-of-care test for African swine fever that combines EZ-Fast DNA extraction with LAMP detection: Evaluation using naturally infected swine whole blood samples from Vietnam. Veterinary Medicine and Science. 9(3): 1226-1233.

    Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K., Amino N. & Hase T. (2000). Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 28(12): e63-e63.

    Oscorbin I. & Filipenko M. (2023). Bst polymerase - a humble relative of Taq polymerase. Comput Struct Biotechnol J. 21: 4519-4535.

    Salim B., Hayashida K., Mossaad E., Nakao R., Yamagishi J. & Sugimoto C. (2018). Development and validation of direct dry loop mediated isothermal amplification for diagnosis of Trypanosoma evansi. Veterinary Parasitology.260: 53-57.

    Sánchez-Vizcaíno J.M., Mur L., Gomez-Villamandos J. C. & Carrasco L. (2015). An update on the epidemiology and pathology of African swine fever. J Comp Pathol. 152(1): 9-21.

    Thapa J., Maharjan B., Malla M., Fukushima Y., Poudel A., Pandey B.D., Hyashida K., Gordon S.V., Nakajima C. & Suzuki Y. (2019). Direct detection of Mycobacterium tuberculosis in clinical samples by a dry methyl green loop-mediated isothermal amplification (LAMP) method. Tuberculosis (Edinb). 117: 1-6.

    Tran D.H., Tran H.T., Le U.P., Vu X.D., Trinh T.B.N., Do H.D.K., Than V.T., Bui L.M., Vu V.V., Nguyen T.L., Phung H.T.T. & Le V.P. (2021). Direct colorimetric LAMP assay for rapid detection of African swine fever virus: A validation study during an outbreak in Vietnam. Transbound Emerg Dis. 68(4): 2595-2602.

    Wang D., Yu J., Wang Y., Zhang M., Li P., Liu M. & Liu Y. (2020). Development of a real-time loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay and visual LAMP assay for detection of African swine fever virus (ASFV). J Virol Methods. 276: 113775.

    Yamazaki Y., Thongchankaew-Seo U., Nagao K., Mekata H. & Yamazaki W. (2020). Development and evaluation of a point-of-care test with a combination of EZ-Fast DNA extraction and real-time PCR and LAMP detection: evaluation using blood samples containing the bovine leukaemia DNA. Lett Appl Microbiol. 71(6): 560-566.

    Yoshikawa T., Matsuo T., Kawamura Y., Ohashi M., Yonekawa T., Kanda H., Notomi T. & Ihira M. (2014). Direct detection of human herpesvirus 6B by the LAMP method using newly developed dry-reagents. Journal of Virological Methods. 201: 65-67.